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The German Journal of Sports Medicine is directed to translational science and clinical practice of Sports Medicine and its adjacent fields, which investigate the influence of physical activity, exercise, training and sports, as well as a lack of exercise affecting healthy people and patients of all age-groups. It addresses implications for prevention, diagnosis, therapy, rehabilitation and physical training as well as the entire Sports Medicine and research in sports science, physiology and biomechanics.

The Journal is the leading and most widely read German journal in the field of Sports Medicine. Readers are physicians, physiologists and sports scientists as well as physiotherapists, coaches, sport managers, and athletes. The journal offers to the scientific community online open access to its scientific content and online communication platform.

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Sportmedizin im Wandel
ÜBERSICHT
KNOCHEN IN SITU REGENERATION UND TISSUE ENGINEERING

Neue Ansätze für die in situ Regeneration und das Tissue
Engineering von Knochen

New Approaches for In Situ Regeneration and Tissue Engineering of Bone

ZUSAMMENFASSUNG

Bis zu 5% aller Knochenbrüche weisen eine gestörte Frakturheilung auf und die Überbrückung großer Knochendefekte stellt nach wie vor eine Herausforderung für den Chirurgen dar. Methoden zur Förderung der in situ Regeneration basierend auf avitalen Komponenten wie Knochenersatzmaterialien und Wachstumsfaktoren haben inzwischen in vielfältiger Weise erfolgreichen Eingang in die Klinik gefunden. Die Anwendung von Tissue Engineering-Produkten hingegen, also die Regeneration  von  Knochen  unter  Verwendung  von  vitalen  Komponenten,  wie gezüchteten  Zellen  mit  Hilfe  unterstützender  Trägerstrukturen  und/oder  Biomolekülen, ist im Knochen dagegen bislang weniger verbreitet. Da Knochen, im Gegensatz  zum  Knorpel,  sehr  zellreich  und  gut  durchblutet  ist,  ist  das  Zusammenspiel  von  osteokonduktiven  Knochenersatzmaterialien,  osteoinduktiven Stimuli  und  osteogenen  Zellen  für  die  Rekonstruktion  großer  Knochendefekte besonders wichtig und notwendig. In Anbetracht einer immer älter werdenden Bevölkerung mit eingeschränkter Spontanregeneration, sowie im Leistungssport, wo eine möglichst schnelle Ausheilung und vollständige Belastungsfähigkeit des wiederhergestellten Gewebes essentiell ist, könnte die zusätzliche Bereitstellung einer  großen  Zahl  autologer  Stammzellen  im  Kontext  von  Tissue  EngineeringVerfahren vielversprechend sein. Der Artikel fasst spenderabhängige Aspekte humaner mesenchymaler Stammzellen, ihre Eignung für das Tissue Engineering von Knochengewebe, sowie neue Ansätze der in situ Regeneration zusammen und informiert über relevante Aspekte der Zulässigkeit im Rahmen der Einstufung von Tissue Engineering-Produkten in Europa als Arzneimittel.

Schlüsselwörter: Sprunggelenksverletzungen,  sensomotorisches  Training,  Verletzungsprävention, neuromuskuläres Training, propriozeptives Training.

SUMMARY

Up to 5% of all bone fractures show impaired healing and the bridging of large bony  defects  still  represents  a  challenge  for  the  orthopedic  surgeon.  In  recent years, methods to promote in-situ regeneration based on non-vital components like bone substitute materials and growth factors have found successful entrance to the clinic. However, the application of vital components such as in-vitro cultured  cells  in  combination  with  supporting  carriers  and/or  biomolecules,  thus tissue-engineered products, is less common for the regeneration of bone. In contrast to cartilage, bone tissue represents a cell-rich and well-vascularized tissue. Consequently,  a  functional  interplay  of  supporting  osteoconductive  bone  graft substitutes, osteoinductive stimuli and osteogenic cells is important and necessary for the regeneration of large bone defects. The additional provision of high quantities of autologous stem cells for bone tissue engineering strategies may be promising for a steadily aging population as well as for high-performance sports, where fast regeneration and full load-bearing capacity of the reconstructed bone are required. The article summarizes donor-dependent aspects of human mesenchymal stem cells and their suitability for bone tissue engineering. Additionally, new approaches for the in-situ regeneration of bone and relevant regulatory statutes due to the classification of tissue-engineered products as pharmaceuticals in Europe will be discussed.

Key  words: In-situ  regeneration,  tissue  engineering,  bone  substitute  material, growth factor, mesenchymal stem cells.

URSACHEN GESTÖRTER KNOCHENHEILUNG

Gesunder  Knochen  ist  normalerweise  in  der  Lage  gut  zu  regenerieren,  wobei  die  Reparaturmechanismen  je  nach  Lage,  Ausmaß und Art des Knochenbruchs variieren (14, 34, 45). Falls während der Knochenheilung  die  Kallusbildung  (mechanisch)  unterbrochen oder  verzögert  wird,  kann  es  zur  Entstehung  eines  nicht  überbrückten Knochendefektes kommen. In ca. 5- 10% der Fälle kann dies  zum  Ausbleiben  der  Kallusmineralisierung  und  dadurch  zur Entstehung einer nicht heilenden Pseudarthrose führen (36, 40, 41). Auch komplizierte Knochenbrüche (z.B. Trümmerbrüche), pathologische  Frakturen  (z.B.  bei  Osteoporose-Patienten)  oder  große Knochendefekte (z.B. nach Tumorresektionen) führen häufig dazu, dass der betroffene Knochen nicht mehr in der Lage ist, sich selbst genügend zu stabilisieren und zu regenerieren. Ungenügende Blutversorgung  und  Infektionen  des  Kallusgewebes  oder  auch  systemische Krankheiten (wie z.B. Diabetis mellitus) können ebenfalls einen  negativen  Einfluss  auf  die  Knochenheilung  haben.  Für  den Chirurgen  stellt  die  Überbrückung  großer  Knochendefekte  nach wie vor eine große Herausforderung dar.

KONVENTIONELLE THERAPIEMÖGLICHKEITEN GESTÖRTER KNOCHENHEILUNG

Eine der ältesten und bewährtesten Methoden, um nicht-heilende Knochendefekte zu regenerieren, ist der Ersatz des fehlenden Knochens  durch  Transplantation  von  autogenem  Knochengewebe. Der  Vorteil  einer  autogenen  Knochentransplantation  liegt  darin, dass  der  eingesetzte  Knochen  vital  ist  und  folglich  alle  erforderlichen  Eigenschaften  für  das  Wachstum  eines  neuen  Knochens mitbringt  (21, 27, 34).  Er  induziert  keine  Immunreaktionen  und enthält alle erforderlichen Zellen und Komponenten, die die Integration  des  Transplantats  und  eine  schnelle  Knochenneubildung ermöglichen (osteogene Eigenschaften). Das autogene Transplantat  dient  zudem  als  Gerüst  und  bietet  Anheftungsmöglichkeiten für knochenbildende Zellen und Blutgefäße (osteokonduktive Eigenschaften),  die  die  Knochenheilung  ermöglichen.  Gleichzeitig verfügt  das  Transplantat  über  osteoinduktive  Eigenschaften,  da es undifferenzierte Stammzellen und Osteoprogenitor-Zellen z.B. über  die  Sezernierung  von  Wachstumsfaktoren  zur  Differenzierung zu reifen Knochenzellen anregt. Die Verwendung autogener Transplantate erfordert die Entnahme von gesundem Knochengewebe an einer anderen Stelle des Organismus. Das hat zur Folge, dass nicht nur die Menge des Materials limitiert ist, sondern auch der  Patient  zusätzliche  Schmerzen  erleidet  und,  bedingt  durch mehrfache  chirurgische  Eingriffe,  die  Gefahr  von  Infektionen leicht aufsteigt (1, 2).
Eine Alternative zur autogenen Transplantation ist die Verwendung allogener Transplantate von Spendern derselben Spezies. Diese stehen in ausreichender Menge zur Verfügung und verhindern die Entnahmemorbidität beim Patienten. Da die Transplantate jedoch meist aus Leichen gewonnen werden, besteht ein minimales Risiko, Krankheiten von Spender zu Empfänger zu übertragen und Immunreaktionen hervorzurufen (4, 52). Das Infektionsrisiko wird vermindert, indem die Transplantate durch z. B. Gefriertrocknung oder  den  Einsatz  unterschiedlicher  Sterilisationsverfahren  (z.B. Gamma-Bestrahlung,  Behandlung  mit  Ethylenoxid)  vorbehandelt werden. Diese Methoden haben jedoch zur Folge, dass alle zur Knochenbildung wichtigen Faktoren (wie Wachstumsfaktoren, Proteine und andere bioaktive Stoffe) zerstört werden und das Transplantat dadurch nicht nur seine osteoinduktiven Eigenschaften verliert, sondern auch biologisch „getötet“ wird (27).
Alternative,  nicht-invasive  Behandlungsmethoden  zur  Regeneration des Knochens stellen die elektrische Stimulation, der Einsatz von elektromagnetischen Feldern, extrakorporalen Stoßwellen oder auch gepulstem Ultraschall dar (42), wobei die Wirksamkeit dieser Methoden kontrovers diskutiert wird.

KONZEPTE DER REGENERATIVEN MEDIZIN

Die Regenerative Medizin beinhaltet sowohl neuartige Konzepte zur Regeneration  der  Morphologie  und  der  biologischen  Funktion  von beschädigtem Gewebe, als auch neue Strategien zur Rekonstruktion der mechanischen Eigenschaften und der chemischen Zusammensetzung des Gewebes (39). Neuere Therapiemöglichkeiten für nichtheilende Knochenbrüche lassen sich hauptsächlich den Gebieten der in situ Regeneration (Geweberegeneration) und dem Tissue Engineering (Gewebeersatz) zuordnen. Bei der In situ-Regeneration liegt das Hauptaugenmerk auf der Stimulation endogener Reparaturmechanismen, wobei das geschädigte Gewebe durch Transplantation von Knochenersatzmaterialien  mit/ohne  Wachstumsfaktoren,  jedoch ohne Zugabe vitaler Komponenten, stimuliert wird. Das Tissue Engineering hingegen basiert auf der Wiederherstellung, Erhaltung und Verbesserung biologischer Gewebe mit Hilfe von Ansätzen, die stets eine vitale Komponente enthalten. Meist besteht ein Tissue Engineering-Präparat aus Biomaterialien, die entweder mit Signalmolekülen angereichert und/oder mit Zellen besiedelt werden, die das Gewebe neu aufbauen sollen.
Im  Gegensatz  zu  Knorpel,  der  dünnes,  avaskuläres  Gewebe darstellt und durch Tissue Engineering-Ansätze weitgehend erfolgreich  restauriert  werden  kann  (11),  ist  die  Wiederherstellung  des Knochens mit Hilfe von Tissue Engineering-Konstrukten insofern komplizierter, als es sich hier um zellreiches, stark durchblutetes Gewebe  handelt.  Eine  erfolgreiche  Rekonstruktion  wird  damit, besonders bei großen Knochendefekten, durch mangelnden Nährstofftransport und unzureichende Durchblutung des Transplantats limitiert. Dabei ist ebenfalls die Sicherstellung des Überlebens der transplantierten Zellen von großer Bedeutung.

STIMULATION ENDOGENER REPARATURMECHANISMEN DURCH IN SITU REGENERATION

Für  den  Ersatz  des  fehlenden  Knochens  und  für  dessen  biomechanische Stabilität ist der Einsatz von biologischen bzw. synthetischen Knochenersatzmaterialien unerlässlich. Dabei sind neben der osteokonduktiven Eigenschaften, auch die chemische Zusammensetzung, Form, Beschaffenheit, Porosität, Porengröße, -verteilung und -form für die Integration des Transplantats und für den Heilungserfolg des Knochens ausschlaggebend.

Wachstumsfaktoren
Die  Anreicherung  von  Knochenersatzstoffen  durch  Wachstumsfaktoren,  die  die  Knochenregeneration  fördern  bzw.  in  der  Lage sind Knochen zu bilden, kann additiv die osteokonduktiven Eigenschaften des Materials verstärken. Wachstumsfaktoren sind Proteine, die natürlicherweise von Zellen sekretiert werden und entweder direkt auf Zielzellen wirken oder eine spezifische Reaktion hervorrufen. Prinzipiell können sie auch mit einem Trägermaterial verabreicht werden. Zu den Wachstumsfaktoren, die während unterschiedlicher  Heilungsphasen  experimentell  induzierter  Knochenbrüche exprimiert werden, zählen z.B. Mitglieder der Transforming Growth Factor  Beta  (TGF-β)-Superfamilie  (TGF-β Bone  Morphogenetic Protein  (BMP),  Growth/Differentiation  Faktor  (GDF),  Fibroblast Growth Factor (FGF), Platelet-derived Growth Factor (PDGF) und Insulin-like Growth Factor (IGF) (29).
TGF-β ist besonders für das Wachstum und die Differenzierung  der  Zellen  und  die  Bildung  der  extrazellulären  Matrix  notwendig.  In  Tiermodellen  wurde  gezeigt,  dass  TGF-β Periostzellen zur endochondralen Differenzierung stimuliert (20) oder auch die Bildung des Kallus verstärkt (30). Da es jedoch zusätzlich einen positiven Einfluss auf die Proliferation diverser Zellen hat, wird es nur eingeschränkt zur Knochenheilung eingesetzt.
BMPs  hingegen  eignen  sich  zur  Knochenregeneration,  da  sie mesenchymale Zellen zur osteochondroblastären Differenzierung anregen (18, 57). In experimentell induzierten Knochendefekten am besten  untersucht  sind  BMP-2  (3, 13, 43, 58)  und  BMP-7  (7, 8).  Die klinische Anwendung von BMPs wurde in einigen Studien beschrieben und beschränkt sich hauptsächlich auf die Behandlung von Tibiafrakturen oder Pseudarthrosen (zusammengefasst in (12)).

Neben dem Knochenaufbau ist die Versorgung des Transplantats mit Blut und Nährstoffen essentiell, weshalb Wachstumsfaktoren, die zusätzlich Angiogenese-fördernde Eigenschaften besitzen, in Tiermodellen getestet wurden. Zu diesen zählt z.B. der Vascular Endothelial  Growth  Factor  (VEGF).  In  experimentell  induzierten Knochendefekten  von  Maus  und  Kaninchen  wurde  gezeigt,  dass die optimierte Freigabe und lokale Applikation von VEGF (51) oder auch die Transplantation von VEGF-expirimierenden Fibroblasten (28) die Gefäßbildung während der Knochenheilung verstärkte.
Der  kombinierte  Einsatz  von  osteogenen  und  angiogenen Wachstumsfaktoren  wie  z.B.  BMP-2  und  TGF-β3  in  Alginat-Hydrogelen zeigte sowohl im ektopen Modell (49) als auch im Defektmodell (35) eine verstärkte Knochenbildung. Die Kombination von BMP-2 und VEGF erwies sich hingegen als nicht signifikant besser in der Knochenbildung bzw. beim Gefäßaufbau im orthotopen Modell als der jeweilige Wachstumsfaktor alleine (24).

Designer-Wachstumsfaktoren
Verbesserte Angiogenese mit gleichzeitigem Knochenaufbau kann durch  die  Entwicklung  von  sogenannten  „Designer-Wachstumsfaktoren“  erreicht  werden.  BMP-2  und  GDF-5  beispielsweise  vermitteln ihre osteoinduktive Wirkung u. a. über den BMP-Ia Rezeptor, wobei BMP-2 mit 17-fach stärkerer Affinität an den Rezeptor bindet. Durch die Angleichung definierter Aminosäuren innerhalb der Rezeptor-Bindungsregion von GDF-5 an BMP-2 ist es gelungen eine  mutierte  Form  von  GDF-5  (GDF-5V453/V456)  herzustellen,  die ein gleichbleibend angiogenes und verstärkt osteogenes Potential aufwies. Im Defektmodell am Kaninchen, in den mit GDF-5V453/V456 angereicherte  Kollagenschwämme  transplantiert  wurden,  fanden wir eine Überbrückung aller behandelten Defekte bereits vier Wochen post OP und es bildeten sich signifikant mehr Knochen und Blutgefäße als in Defekten mit BMP-2 alleine (Kleinschmidt et al., Holschbach et al., Manuskripte in Vorbereitung).

Hypoxie-assoziierte Signalwege
Die gezielte Aktivierung von Schlüsselmolekülen, die während des Knochenaufbaus  die  Vaskularisierung  regulieren,  könnte  einen neuen  therapeutischen  Ansatz  zur  Förderung  der  Knochenheilung  ermöglichen.  Unter  anderem  wurde  gezeigt,  dass  der  Hypoxia Inducible Factor (HIFα )-Signalweg eine Verbindung zwischen Osteogenese  und  Angiogenese  herstellt.  HIF-Iα ist  ein  Transkriptionsfaktor, der unter hypoxischen Bedingungen Angiogenese und Osteogenese durch die Hochregulation von VEGF stimuliert. Unter normoxischen Bedingungen wird er jedoch von Prolylhydroxylasen (PHD) abgebaut. Durch Anwendung von PHD-Inhibitoren bei Mäusen  konnte  das  HIF-Iα  Signal  so  verstärkt  werden,  dass  deutlich mehr Angiogenese induziert und damit die Knochenregeneration signifikant erhöht werden konnte (46, 54).

MESENCHYMALE STAMMZELLEN FÜR DIE KNOCHENREGENERATION

Mesenchymale  Stammzellen  (MSC)  eignen  sich  aufgrund  ihres mesodermalen Ursprungs ideal zum Wiederaufbau des Knochens. Postnatal sind MSC zwar aus vielen Geweben isolierbar, allerdings ist das Knochenmark bislang die am häufigsten verwendete Quelle für osteogen potente MSC. Ex vivo zeichnen sich MSC durch ihre Plastikadhärenz, ihre Multipotenz und durch die kombinierte Expression ausgewählter Oberflächenmarker aus (10).
Die klinische Anwendung humaner autologer MSC für die Regeneration  von  Knochengewebe  stellt  den  Mediziner  jedoch  vor einige Herausforderungen. Zum einen ist die Anzahl der MSC im Knochenmark sehr gering (7- 33 MSC pro Million nukleäre Zellen (5, 6, 17, 22, 37, 56)),  sodass  die  Zellen  ex  vivo  expandiert  werden müssen, um genügend MSC für die Therapie zu erhalten. Zum anderen sind MSC-Populationen sehr heterogen, was zu einer erheblichen Variabilität in der Knochenbildungsfähigkeit zwischen den einzelnen Spendern führt (25, 26, 32, 47, 48). Das osteogene Potential der MSC kann sowohl in vitro durch spezielle Induktionsmedien, als auch in vivo in Kombination mit Knochenersatzmaterialien in ektopen Tiermodellen abgefragt werden. Jüngste Ergebnisse zeigen jedoch, dass die Fähigkeit humaner MSC aus dem Knochenmark in Zellkultur zu Osteoblasten zu differenzieren keineswegs mit ihrer in vivo Knochenbildungsfähigkeit korreliert (19). Folglich sind Methoden, die die Osteogenese humaner MSC in vitro beurteilen, als Tests für die Prädiktion der Knochenbildungsfähigkeit der Zellen in vivo untauglich. Ein wichtiger Faktor, der bei der Knochenbildungsfähigkeit humaner MSC eine Rolle spielt, ist das Alter des Spenders. Unsere Arbeiten konnten zeigen, dass aus Knochenmark von  älteren  Spendern  nicht  grundsätzlich  weniger  MSC  isoliert werden  können  als  von  jungen  Menschen,  die  Reaktivierbarkeit der  Zellen  zu  schnellem  Wachstum  jedoch  bei  älteren  Spendern eingeschränkt war (9). Keineswegs bevorzugten MSC von älteren Spendern jedoch eine Differenzierung zu Fettzellen gegenüber der zu Osteoblasten (9) wie man aus der mit dem Alter zunehmenden Menge  an  Fettmark  im  Knochen  annehmen  könnte.  Allerdings erwies  sich  eine  schlechtere  Wachstumsrate  von  MSC  grundsätzlich  als  ein  so  entscheidender  Parameter  für  den  Erfolg  der in  vivo  Knochenbildung  (19),  dass  wir  durch  Ermittlung  der  Verdopplungszeit  von  MSC  unmittelbar  vor  Transplantation  korrekt vorhersagen konnten, ob die Knochenbildung gelingen wird oder nicht. Damit liegt nahe, dass die altersabhängige Verringerung der MSC-Vermehrung  zur  Verschlechterung  der  Knochenregeneration beim alten Menschen beiträgt. In der Tat konnten wir durch irreversible Blockierung der Proliferationsfähigkeit von MSC zum Zeitpunkt  der  Transplantation  die  Knochenbildung  unterbinden, während wachstumsfähige Zellen aus der korrespondierenden unbehandelten MSC-Population Knochen bilden konnten. Durch die gezielte Beschleunigung der Wachstumsgeschwindigkeit langsam wachsender MSC (z.B. von älteren Spendern) konnten wir eine erfolgreiche Knochenbildung im ektopen Mausmodell erreichen (19). Dies stellt in Aussicht, dass auch für ältere Spender geeignete Herstellungsbedingungen für MSC gefunden werden können, die eine Therapie von Knochendefekten vielversprechend erscheinen lassen können und das Alter kein Ausschlusskriterium für stammzellbasierte Therapiestrategien darstellen muss.

KLINISCHE STUDIEN MIT AUTOLOGEN MSC AUS KNOCHENMARK

Bis heute gibt es nur wenige aussagekräftige klinische Studien über die  Anwendung  autologer  MSC  bei  Knochendefekten.  Berichte über  erfolgreiche  Wiederherstellung  des  Knochengewebes  zeigen Fallstudien, bei denen z.B. Kieferknochen mit Hilfe boviner Spongiosa, BMP-7 und Knochenmark regeneriert wurde (55) oder Knochendefekte  mit  Hilfe  von  Keramiken  und  osteogen  induzierten MSC  behandelt  wurden  (23, 33).  Einzelne  Studien  berichteten, dass  auch  durch  die  direkte  Injektion  frisch  entnommenen  Knochenmarks in Pseudarthrosen bei 68 von 72 Patienten (50) bzw. bei 15 von 20 Patienten (15) eine Knochenregeneration möglich war. Hernigou  und  Kollegen  berichteten  gar  über  eine  standardisierte Behandlung von Knochendefekten an der Tibia mit Hilfe einer Methode, die darauf abzielte das Knochenmark des Patienten mittels eines geschlossenen Zentrifugationssystems im Operationssaal zu konzentrieren und das Konzentrat direkt in den Knochendefekt zu applizieren (16, 17). Der Vorteil dieser Methode liegt darin, dass nur ein operativer Eingriff für die Therapie genügt und Kosten gespart werden könnten. Zuvor wurde mit Hilfe dieser Technik bei 53 von 60 Patienten nach 3 bis 8 Wochen post OP eine Kallusbildung beobachtet (17), allerdings wird nicht von einer signifikanten Verbesserung im statistischen Sinne der Knochenheilung gesprochen, da gar keine Kontrollgruppe ohne MSC-Behandlung in dieser Studie eingeschlossen worden war. Die Autoren um Hernigou berichteten lediglich,  dass  bei  den  7  Patienten,  bei  denen  der  Knochen  nicht heilte, signifikant weniger Progenitoren injiziert wurden (16). Auffallend  ist,  dass  bislang  über  einen  Zeitraum  von  6  Jahren  noch keine Folgestudien anderer Gruppen vorliegen, die einen solchen Erfolg bestätigen könnten.
Expandierte  autologe  MSC  in  Kombination  mit  einem  HATräger  wurden  ebenfalls  zur  Behandlung  von  4- 7cm  großen  Defekten  eingesetzt  und  zeigten  bereits  zwei  Monate  post  OP  eine gute Integration des Transplantats und Kallusbildung, was bei einer Standardbehandlung in der Regel etwa 12- 18 Monate dauern würde (31, 38).

Zulassungsrelevante Aspekte
Die  Verwendung  von  biotechnologisch  bearbeiteten  Gewebeprodukten, also von Tissue Engineering-Produkten, ist seit Dezember 2008 durch die zentrale Verordnung (EC) Nr. 1394/2007, auch Verordnung über „Arzneimittel für neuartige Therapien“ (Advanced Therapy Medicinal Product, ATMP) genannt, europaweit strikt reguliert (59).  Aufgrund  dieser  Verordnung  müssen  Zulassungsanträge  für potentielle Produkte in diversen Behörden bewertet und eingestuft werden.  Bei  Kombinationsprodukten,  die  aus  Medizinprodukten und  Zellen  bestehen,  überschneiden  sich  die  Zuständigkeiten  der deutschen Bundesbehörden, da das Medizinprodukt in die Zuständigkeit  des  Bundesinstituts  für  Arzneimittel  und  Medizinprodukte (BfArM) fällt, zelluläre Komponenten jedoch vom Paul-Ehrlich-Institut (PEI) bewertet werden (53). Zusätzlich zum bürokratischen Aufwand müssen bei der Aufarbeitung und Herstellung von Tissue Engineering-Produkten hohe GMP-Standards (EU-Richtlinie 2003/94/EC, für MSC: (44)) eingehalten werden, die Zellvitalität, Sterilität der Komponenten  und  hohe  Sicherheitsanforderungen  sicherstellen. Die Anwendung autologer MSC erfordert auch die Feststellung der exakten Identität der Zellen mittels eindeutiger in vivo MSC-Marker.  Hinzu  kommen  die  Sicherstellung  der  Reproduzierbarkeit  der Aufarbeitung der Zellen und der Herstellung des Produktes. Zudem stellt sich die Frage nach dem genauen Wirkungsmechanismus des ATMP, da sowohl Erfahrungswerte als auch klinische Studien noch sehr  begrenzt  sind.  Damit  gibt  es  aufgrund  dieser  Gegebenheiten bislang  kein  zugelassenes  und  kommerziell  erwerbliches  Tissue Engineering-Produkt für die Knochenregeneration.

FAZIT

Die  Behandlung  nicht-heilender  Knochendefekte  mittels  klassischer  Methoden  wie  autogener  oder  allogener  Transplantation von  Knochengewebe  hat  sich  bislang  zwar  bewährt,  birgt  jedoch einige Risiken und Nachteile für den Patienten. Neue Konzepte der Regenerativen Medizin hingegen bieten vielversprechende „patientenfreundliche“ Möglichkeiten wie die Geweberegeneration mittels in situ Regeneration oder den vollständigen Gewebeersatz mittels Tissue  Engineering-Methoden.  Dabei  kann  der  endogene  Reparaturmechanismus  mit  Hilfe  von  geeigneten  Knochenersatzmaterialien,  multifunktionellen  „Designer-Wachstumsfaktoren“  und bestimmten Transkriptionsfaktoren wie HIF-Iα stimuliert werden, oder aber das fehlende Knochengewebe durch potente Vorläuferzellen  gänzlich  ersetzt  werden.  Erste  klinische  Studien  demonstrierten den erfolgreichen Einsatz autologer MSC zum Wiederaufbau des Knochens, jedoch sind prospektive, randomisierte Studien mit  standardisierten  Protokollen  zur  Zellgewinnung  notwendig, um  valide  Aussagen  über  die  Anwendbarkeit  von  MSC-basierten Tissue  Engineering-Produkten  und  ihren  Langzeitfolgen  machen zu können. Die hohen regulatorischen Hürden verbunden mit der bislang  nicht  vollständig  verstandenen  Biologie  mesenchymaler Stammzellen machen noch viele weitere methodische und funktionelle Untersuchungen notwendig.

Angaben zu finanziellen Interessen und Beziehungen, wie Patente, Honorare oder Unterstützung durch Firmen: Keine.

LITERATUR

  1. Arrington ED, Smith WJ, Chambers HG, Bucknell AL, Davino NA: Complications of iliac crest bone graft harvesting. Clin Orthop Relat Res (1996) 300 - 309.
    doi:10.1097/00003086-199608000-00037
  2. Banwart JC, Asher MA, Hassanein RS: Iliac crest bone graft harvest donor site morbidity. A statistical evaluation. Spine 20 (1995) 1055 - 1060.
    doi:10.1097/00007632-199505000-00012
  3. Bostrom M, Lane JM, Tomin E, et al: Use of bone morphogenetic protein-2 in the rabbit ulnar nonunion model. Clin Orthop Relat Res (1996) 272 - 282.
    doi:10.1097/00003086-199606000-00034
  4. Boyce T, Edwards J, Scarborough N: Allograft bone. The influence of processing on safety and performance. Orthop Clin North Am 30 (1999) 571 - 581.
    doi:10.1016/S0030-5898(05)70110-3
  5. Bruder SP, Fink DJ, Caplan AI: Mesenchymal stem cells in bone development, bone repair, and skeletal regeneration therapy. J Cell Biochem 56 (1994) 283 - 294.
    doi:10.1002/jcb.240560303
  6. Campagnoli C, Roberts IA, Kumar S, Bennett PR, Bellantuono I, Fisk NM: Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-trimester fetal blood, liver, and bone marrow. Blood 98 (2001) 2396 - 2402.
    doi:10.1182/blood.V98.8.2396
  7. Cook SD, Baffes GC, Wolfe MW, Sampath TK, Rueger DC: Recombinant human bone morphogenetic protein-7 induces healing in a canine long-bone segmental defect model. Clin Orthop Relat Res (1994) 302 - 312.
  8. Cook SD, Wolfe MW, Salkeld SL, Rueger DC: Effect of recombinant human osteogenic protein-1 on healing of segmental defects in non-human primates. J Bone Joint Surg Am 77 (1995) 734 - 750.
  9. Dexheimer V, Mueller S, Braatz F, Richter W: Reduced reactivation from dormancy but maintained lineage choice of human mesenchymal stem cells with donor age. PLoS ONE 6 (2011) e22980.
    doi:10.1371/journal.pone.0022980
  10. Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, et al: Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 8 (2006) 315-317.
    doi:10.1080/14653240600855905
  11. Fritz J, Janssen P, Gaissmaier C, Schewe B, Weise K: Articular cartilage defects in the knee--basics, therapies and results. Injury 392 (Suppl 1) (2008) 50 - 57.
    doi:10.1016/j.injury.2008.01.039
  12. Garrison KR, Shemilt I, Donell S, et al: Bone morphogenetic protein (BMP) for fracture healing in adults. Cochrane Database Syst Rev (2010) CD006950.
  13. Gerhart TN, Kirker-Head CA, Kriz MJ, et al: Healing segmental femoral defects in sheep using recombinant human bone morphogenetic protein. Clin Orthop Relat Res (1993) 317- 326.
  14. Gerstenfeld LC, Cullinane DM, Barnes GL, Graves DT, Einhorn TA: Fracture healing as a post-natal developmental process: molecular, spatial, and temporal aspects of its regulation. J Cell Biochem 88 (2003) 873 - 884.
    doi:10.1002/jcb.10435
  15. Goel A, Sangwan SS, Siwach RC, Ali AM: Percutaneous bone marrow grafting for the treatment of tibial non-union. Injury 36 (2005) 203 - 206.
    doi:10.1016/j.injury.2004.01.009
  16. Hernigou P, Mathieu G, Poignard A, Manicom O, Beaujean F, Rouard H: Percutaneous autologous bone-marrow grafting for nonunions. Surgical technique. J Bone Joint Surg Am 88 (Suppl 1 Pt 2) (2006) 322-327.
    doi:10.2106/JBJS.F.00203
  17. Hernigou P, Poignard A, Beaujean F, Rouard H: Percutaneous autologous bone-marrow grafting for nonunions. Influence of the number and concentration of progenitor cells. J Bone Joint Surg Am 87 (2005) 1430 - 1437.
    doi:10.2106/JBJS.D.02215
  18. Hoffmann A, Gross G: BMP signaling pathways in cartilage and bone formation. Crit Rev Eukaryot Gene Expr 11 (2001) 23 - 45.
  19. Janicki P, Boeuf S, Steck E, Egermann M, Kasten P, Richter W: Prediction of in vivo bone forming potency of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells. Eur Cell Mater 21 (2011) 488 - 507.
  20. Joyce ME, Jingushi S, Bolander ME: Transforming growth factor-beta in the regulation of fracture repair. Orthop Clin North Am 21 (1990) 199 - 209.
  21. Kalfas IH: Principles of bone healing. Neurosurg Focus 10 (2001) 1.
    doi:10.3171/foc.2001.10.4.2
  22. Kasten P, Beyen I, Egermann M, et al: Instant stem cell therapy: characterization and concentration of human mesenchymal stem cells in vitro. Eur Cell Mater 16 (2008) 47 - 55.
  23. Kawate K, Yajima H, Ohgushi H, et al: Tissue-engineered approach for the treatment of steroid-induced osteonecrosis of the femoral head: transplantation of autologous mesenchymal stem cells cultured with beta-tricalcium phosphate ceramics and free vascularized fibula. Artif Organs 30 (2006) 960 - 962.
    doi:10.1111/j.1525-1594.2006.00333.x
  24. Kempen DH, Lu L, Heijink A, et al: Effect of local sequential VEGF and BMP-2 delivery on ectopic and orthotopic bone regeneration. Biomaterials 30 (2009) 2816 - 2825.
    doi:10.1016/j.biomaterials.2009.01.031
  25. Krebsbach PH, Kuznetsov SA, Satomura K, Emmons RV, Rowe DW, Robey PG: Bone formation in vivo: comparison of osteogenesis by transplanted mouse and human marrow stromal fibroblasts. Transplantation 62 (1997) 1059 - 1069.
    doi:10.1097/00007890-199704270-00003
  26. Kuznetsov SA, Krebsbach PH, Satomura K, et al: Single-colony derived strains of human marrow stromal fibroblasts form bone after transplantation in vivo. J Bone Miner Res 12 (1997) 1335 - 1347.
    doi:10.1359/jbmr.1997.12.9.1335
  27. Laurencin C, Khan Y, El Amin SF: Bone graft substitutes. Expert Rev Med Devices 3 (2006) 49 - 57.
    doi:10.1586/17434440.3.1.49
  28. Li R, Stewart DJ, von Schroeder HP, Mackinnon ES, Schemitsch EH: Effect of cell-based VEGF gene therapy on healing of a segmental bone defect. J Orthop Res 27 (2009) 8 - 14.
    doi:10.1002/jor.20658
  29. Lieberman JR, Daluiski A, Einhorn TA: The role of growth factors in the repair of bone. Biology and clinical applications. J Bone Joint Surg Am 84-A (2002) 1032 - 1044.
  30. Lind M, Schumacker B, Soballe K, Keller J, Melsen F, Bunger C: Transforming growth factor-beta enhances fracture healing in rabbit tibiae. Acta Orthop Scand 64 (1993) 553 - 556.
    doi:10.3109/17453679308993691
  31. Marcacci M, Kon E, Moukhachev V, et al: Stem Cells Associated with Macroporous Bioceramics for Long Bone Repair : 6 - to 7 - Year Outcome of a Pilot Clinical Study. Tissue Eng 13 (2007) 947 - 955.
    doi:10.1089/ten.2006.0271
  32. Mendes SC, Tibbe JM, Veenhof M, et al: Bone tissue-engineered implants using human bone marrow stromal cells: Effect of culture conditions and donor age. Tissue Eng 8 (2002) 911 - 920.
    doi:10.1089/107632702320934010
  33. Morishita T, Honoki K, Ohgushi H, Kotobuki N, Matsushima A, Takakura Y: Tissue engineering approach to the treatment of bone tumors: three cases of cultured bone grafts derived from patients' mesenchymal stem cells. Artif Organs 30 (2006) 115-118.
    doi:10.1111/j.1525-1594.2006.00190.x
  34. Neufeld DA und Mohammad K: Regeneration of Bone. Encyclopedia of Life Sciences (1 A.D.).
  35. Oest ME, Dupont KM, Kong HJ, Mooney DJ, Guldberg RE: Quantitative assessment of scaffold and growth factor-mediated repair of critically sized bone defects. J Orthop Res 25 (2007) 941 - 950.
    doi:10.1002/jor.20372
  36. Praemer, A, Furner, S, Rice, D: Musculoskeletal Condition in the United States. (1992).
  37. Prockop DJ, Azizi SA, Colter D, DiGirolamo C, Kopen G, Phinney DG: Potential use of stem cells from bone marrow to repair the extracellular matrix and the central nervous system. Biochem Soc Trans 28 (2000) 341 - 345.
    doi:10.1042/0300-5127:0280341
  38. Quarto R, Mastrogiacomo M, Cancedda R, et al: Repair of large bone defects with the use of autologous bone marrow stromal cells. N Engl J Med 344 (2001) 385 - 386.
    doi:10.1056/NEJM200102013440516
  39. Richter, W und Diederichs, S: [Regenerative medicine in orthopaedics : Cell therapy - tissue engineering - in situ regeneration.]. Orthopade (2009).
  40. Runkel M, Rommens PM: [Pseudoarthrosis]. Unfallchirurg 103 (2000) 51 - 63.
    doi:10.1007/s001130050008
  41. Ruter A, Mayr E: [Pseudarthrosis]. Chirurg 70 (1999) 1239 - 1245.
    doi:10.1007/s001040050775
  42. Schmidt-Rohlfing B, Tzioupis C, Menzel CL, Pape HC: [Tissue engineering of bone tissue. Principles and clinical applications]. Unfallchirurg 112 (2009) 785 - 795.
    doi:10.1007/s00113-009-1695-x
  43. Sciadini MF, Johnson KD: Evaluation of recombinant human bone morphogenetic protein-2 as a bone-graft substitute in a canine segmental defect model. J Orthop Res 18 (2000) 289-302.
    doi:10.1002/jor.1100180218
  44. Sensebé L, Bourin P, Tarte K: Good manufacturing practices production of mesenchymal stem/stromal cells. Hum Gene Ther 22 (2011) 19 - 26.
    doi:10.1089/hum.2010.197
  45. Shapiro, F: Bone development and its relation to fracture repair. The role of mesenchymal osteoblasts and surface osteoblasts. Eur Cell Mater 15 (2008) 53 - 76.
  46. Shen X, Wan C, Ramaswamy G, et al: Prolyl hydroxylase inhibitors increase neoangiogenesis and callus formation following femur fracture in mice. J Orthop Res 27 (2009) 1298 - 1305.
    doi:10.1002/jor.20886
  47. Siddappa R, Licht R, van Blitterswijk C, de Boer J: Donor variation and loss of multipotency during in vitro expansion of human mesenchymal stem cells for bone tissue engineering. J Orthop Res 25 (2007) 1029 - 1041.
    doi:10.1002/jor.20402
  48. Siddappa R, Martens A, Doorn J, et al: cAMP/PKA pathway activation in human mesenchymal stem cells in vitro results in robust bone formation in vivo. Proc Natl Acad Sci USA 105 (2008) 7281-7286.
    doi:10.1073/pnas.0711190105
  49. Simmons CA, Alsberg E, Hsiong S, Kim WJ, Mooney DJ: Dual growth factor delivery and controlled scaffold degradation enhance in vivo bone formation by transplanted bone marrow stromal cells. Bone 35 (2004) 562 - 569.
    doi:10.1016/j.bone.2004.02.027
  50. Siwach RC, Sangwan SS, Singh R, Goel A: Role of percutaneous bone marrow grafting in delayed unions, non-unions and poor regenerates. Indian J Med Sci 55 (2001) 326 - 336.
  51. Street J, Bao M, deGuzman L, et al: Vascular endothelial growth factor stimulates bone repair by promoting angiogenesis and bone turnover. Proc Natl Acad Sci USA 99 (2002) 9656-9661.
    doi:10.1073/pnas.152324099
  52. Tomford WW: Transmission of disease through transplantation of musculoskeletal allografts. J Bone Joint Surg Am 77 (1995) 1742 - 1754.
  53. Walter C, Rohde B, Wicke DC, Pohler C, Luhrmann A. von der, LH: [Regulatory framework of innovative therapies : From bench to bedside]. Bundesgesundheitsblatt Gesundheitsforschung Gesundheitsschutz 54 (2011) 803 - 810.
    doi:10.1007/s00103-011-1308-z
  54. Wan C, Gilbert SR, Wang Y, et al: Activation of the hypoxia-inducible factor-1alpha pathway accelerates bone regeneration. Proc Natl Acad Sci USA 105 (2008) 686 - 691.
    doi:10.1073/pnas.0708474105
  55. Warnke PH, Springer IN, Wiltfang J, et al: Growth and transplantation of a custom vascularised bone graft in a man. Lancet 364 (2004) 766 - 770.
    doi:10.1016/S0140-6736(04)16935-3
  56. Wexler SA, Donaldson C, Denning-Kendall P, Rice C, Bradley B, Hows JM: Adult bone marrow is a rich source of human mesenchymal 'stem' cells but umbilical cord and mobilized adult blood are not. Br J Haematol 121 (2003) 368 - 374.
    doi:10.1046/j.1365-2141.2003.04284.x
  57. Yamaguchi A: Regulation of differentiation pathway of skeletal mesenchymal cells in cell lines by transforming growth factor-beta superfamily. Semin Cell Biol 6 (1995) 165 - 173.
    doi:10.1006/scel.1995.0023
  58. Yasko AW, Lane JM, Fellinger EJ, Rosen V, Wozney JM, Wang EA: The healing of segmental bone defects, induced by recombinant human bone morphogenetic protein (rhBMP-2). A radiographic, histological, and biomechanical study in rats. J Bone Joint Surg Am 74 (1992) 659 - 670.
  59. Ziegele B, Dahl L, Muller AT: [The Innovation Office of the Paul-Ehrlich-Institut. Regulatory support during the scientific development of ATMP]. Bundesgesundheitsblatt Gesundheitsforschung Gesund- heitsschutz 54 (2011) 857 - 866.
    doi:10.1007/s00103-011-1307-0
Korrespondenzadresse:
Prof. Dr. Wiltrud Richter
Forschungszentrum für Experimentelle Orthopädie
Orthopädische Universitätsklinik Heidelberg
Schlierbacher Landstraße 200a
69118 Heidelberg
E-Mail: wiltrud.richter@med.uni-heidelberg.de
 
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